qPCR實驗流程包括RNA提取、逆轉錄和qPCR。

qPCR探針法是一種使用熒光探針來測量PCR產物的技術。在PCR反應中，熒光探針會與PCR產物的特定序列結合，并發(fā)生熒光變化。隨著PCR反應的進行，PCR產物的數量增加，熒光探針與PCR產物結合的數量也會隨之增加。通過測量熒光信號的強度，可以確定PCR產物的數量。

qPCR染料法是一種使用DNA結合染料來測量PCR產物的技術。在PCR反應中，DNA結合染料會與PCR產物的雙鏈DNA結合，從而發(fā)生熒光變化。隨著PCR反應的進行，PCR產物的數量增加，DNA結合染料的熒光信號也會隨之增加。通過測量熒光信號的強度，可以確定PCR產物的數量。

樣本采集與保存

RNA提取的第一步是樣本采集和保存。對于細胞和組織樣本，需要在采集后盡快進行RNA提取，以避免RNA的降解。對于血液樣本，需要使用RNA穩(wěn)定劑或直接進行RNA提取。另外，樣本的保存溫度和時間也需要根據不同的實驗目的進行選擇。

樣本處理

樣本裂解

樣本裂解是將細胞膜破壞，使RNA釋放到溶液中的過程。常見的樣本裂解方法包括機械裂解、化學裂解和熱裂解等。

提取純化

RNA提取后，需要進行純化并去除DNA、蛋白質和其他雜質。RNA純化試劑盒、硅膠柱和磁珠等方法都可以用于RNA提取后的純化。需要注意使用RNase-free試劑和器具，并在純化過程中避免RNA的降解。

質量檢測

逆轉錄反應

逆轉錄反應是將RNA轉錄成cDNA的過程。將提取的RNA與逆轉錄酶、引物（如oligo(dT)或隨機引物）和dNTPs混合，在適宜的溫度下進行反轉錄反應，合成cDNA。

逆轉錄反應溫度和時間需要根據逆轉錄酶的不同而進行選擇。

cDNA純化

逆轉錄反應后，需要將cDNA純化并去除RNA、逆轉錄酶等雜質。可以使用cDNA純化試劑盒或磁珠等方法進行純化。

引物設計

qPCR染料法的引物設計原則與其他PCR反應的引物設計原則基本相同，主要考慮以下因素：

(1)引物長度：通常為18-24個堿基對；

(2)引物Tm值：應當在55-65℃之間；

(3)引物特異性：應當避免與非目標序列的互補；

(4)引物末端修飾：可以增強引物的特異性和穩(wěn)定性。

內參選擇

內參是用于校正樣品間差異的參照基因。內參應當具有以下特點：

(1)在不同樣品中表達穩(wěn)定；

(2)與目標基因同等易檢測；

(3)不會受到實驗條件的影響。

常見的內參包括GAPDH、Actin、Tublin等。

模板用量

確定qPCR實驗中cDNA模板的稀釋度數需要進行預實驗來確定最佳的稀釋倍數。以下是一些步驟：

(1)準備一系列不同濃度的cDNA稀釋液，例如原液、1:10、1:100等；

(2)進行qPCR反應，并記錄Ct值；

(3)選擇Ct值在18-28范圍內的稀釋倍數。

程序設置

在qPCR實驗中，程序設置通常包括以下步驟（具體參照說明書進行）：

(1)預變性：95℃，5min；

(2)循環(huán)反應：95℃，30s；55℃，30s；72℃，30s；40個循環(huán)。

注：循環(huán)反應可分為兩步法和三步法。兩步法將常規(guī)PCR反應中的退火、延伸步驟進行合并，因此減少了反應步驟、縮短了反應時間。一般情況下，使用兩步法程序進行擴增即可滿足實驗需求。如果模板濃度低或qPCR擴增效率低時，可嘗試三步法反應程序。

在分子生物學研究和臨床診斷領域，實時熒光定量PCR（qPCR）技術以其高靈敏度、高特異性和準確性而成為不·可·或·缺的工具。

今天，給大家推薦一款專為丁型肝炎病毒（HDV）RNA設計的qPCR檢測利器——RoboGene HDV RNA Quantification Kit 2.0。

高靈敏度和寬線性范圍

手動純化下的檢測限（LoD）為6 IU/ml，線性范圍從5至1x10^8 IU/ml，這表明試劑盒具有出色的靈敏度和寬泛的定量范圍。

廣泛的基因型覆蓋

能夠檢測1至8型HDV RNA，適用于全球不同地區(qū)流行的HDV基因型。